Agrotis ipsilon

Summary

Agrotis ipsilon, el gusano cortador negro, gusano grasiento o cuncunilla negra, es una pequeña especie de polilla migratoria de la familia Noctuidae que se encuentra distribuida en todo el mundo.[1]​ La polilla tiene este nombre debido a las marcas negras en sus alas anteriores en forma de letra "Y" y se asemeja a la letra griega upsilon.[2]​ Las larvas son conocidas como gusanos cortadores porque cortan plantas y otros cultivos.[3]​ Las larvas son una importante plaga agrícola y se alimentan de casi toda variedad de vegetales y de granos muy importantes.[4][5]

Agrotis ipsilon
Taxonomía
Reino: Animalia
Filo: Arthropoda
Clase: Insecta
Orden: Lepidoptera
Familia: Noctuidae
Género: Agrotis
Especie: A. ipsilon
(Hufnagel, 1766)
Sinonimia
  • Phalaena ipsilon Hufnagel, 1766
  • Noctua suffusa Denis & Schiffermüller, 1775
  • Noctua ypsilon Rottemburg, 1777
  • Phalaena idonea Cramer, 1780
  • Bombyx spinula Esper, 1786
  • Phalaena spinifera Villers, 1789
  • Phalaena spinula Donovan, 1801
  • Agrotis telifera Harris, 1841
  • Agrotis bipars Walker, 1857
  • Agrotis frivola Wallengren, 1860
  • Agrotis aneituna Walker, 1865
  • Agrotis pepoli Bertolini, 1874
  • Agrotis aureolum Schaus, 1898

Descripción

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Es una polilla mediana, con una envergadura de 38 a 48 milímetros (1,5 a 1,9 plg). Las antenas son bipectinadas en el macho. Las alas anteriores son marrones, rojizas, mezcladas con ocre grisáceo pálido.[6]​ La costa del ala y, a veces, la zona media están teñidas de fuscous oscuro. La línea subterminal es oscura, generalmente precedida en el centro por dos finas marcas negras. Las alas posteriores son de color gris blanquecino o blanquecino, con los extremos teñidas de fuscous. La larva es de color marrón ocre o gris bronceado, sus flancos a veces son verdosos. Las líneas dorsal, subdorsal y espiracular se ven ligeramente más claras, generalmente con bordes más oscuros. La cabeza cuenta con manchas marrones difusas.

Olfato

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A. ipsilon posee un sistema olfativo sensible compuesto por numerosas proteínas expresadas en las antenas. Estas proteínas incluyen proteínas de unión a odorantes, proteínas quimiosensoriales, receptores de odorantes, receptores ionotrópicos y proteínas de membrana de neuronas sensoriales. Estas proteínas son responsables del reconocimiento a las feromonas sexuales y odorantes generales, como aquellos liberados por las plantas hospedadoras.[7]

Migración

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A. ipsilon es un insecto migratorio estacional que viaja al sur en otoño para escapar del frío intenso y al norte en primavera para escapar del clima extremadamente cálido. Los patrones de migración reflejan como ocurre la reproducción en primavera y cesa en otoño.[1]​ Por lo tanto, los cambios en el termoperiodo, así como en el fotoperiodo, pueden influir en el inicio de los patrones migratorios de esta especie. Antes de migrar hacia el sur en otoño, el sistema reproductivo de las hembras y los machos se desactiva para evitar la cópula antes del invierno. Sin embargo, en primavera y principios del verano, antes de migrar al norte, las hembras liberan feromonas sexuales poco después de la eclosión para atraer a los machos para el apareamiento. La producción y liberación en las hembras y la respuesta de la feromona en los machos depende de la hormona juvenil (HJ) y del neuropéptido activador de la biosíntesis de feromonas (BPAN).[8]​ En el lapso de 2 meses, la polilla avanza a través de las etapas del ciclo de vida de huevo, larva, pupa y adulto.[4]

Ciclo de vida

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La especie vive comúnmente en el suelo, donde se alimenta de plántulas de casi todos los cultivos hortícolas, principalmente maíz, papa, remolacha azucarera, repollo y muchas otras plantas. Debido a su hábitat en el suelo, los gusanos cortadores son difíciles de controlar. A menudo se detectan solo cuando las plantas ya están gravemente dañadas.[9]

Oviposición

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Según el tipo de residuos presentes en el suelo, la oruga prefiere ovipositar en zonas con restos de cercas (pastos) en lugar de restos de campos de maíz, restos de suelo forestal y suelo desnudo. Los restos de cercas incluyen restos de pasto seco, lo que puede resultar atractivo para las hembras, que pueden ovipositar a principios de la primavera, antes del rápido crecimiento de la vegetación.

Sin embargo, luego de este crecimiento, las polillas se sienten atraídas por plantas bajas y densas como la acedera rizada y la rúcula amarilla. Estas plantas suelen tener tallos múltiples y numerosas hojas basales bajas. En la mayoría de las especies vegetales, el gusano cortador prefiere poner sus huevos en las hojas en lugar del tallo.[10]

Huevo

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La fase de huevo de la polilla dura de 3 a 6 días. Las hembras ponen huevos en grupos sobre hojas bajas. Si no hay plantas hospedantes disponibles, las hembras ponen huevos sobre material vegetal muerto. Sin embargo, no ponen huevos sobre el suelo desnudo. Las hembras pueden poner huevos individualmente o en grupos de hasta 1200 a 1900 huevos.

 
Oruga

Los huevos son casi esféricos, inicialmente blancos, pero se tornan marrones con la edad. La superficie del huevo presenta entre 35 y 40 costillas que irradian desde un ápice.

Oruga

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La etapa larvaria dura de 20 a 40 días. A lo largo de 5 a 9 estadios, el cuerpo de la oruga crece de 3,5 a 6,5 mm hasta un máximo de 55 mm. El desarrollo larvario se optimiza a una temperatura de 27 °C, y los estadios 1 a 5 alcanzan su máximo éxito con mayor humedad. Para el cuarto estadio, la larva se vuelve sensible a la luz y pasa la mayor parte del día bajo tierra. En esta etapa se considera una plaga porque daña el tejido vegetal bajo el suelo. Las larvas son caníbales.

 
Adulto

La larva puede variar de color, desde gris claro o marrón grisáceo hasta negro. La superficie ventral suele ser más clara, y esta especie carece de banda dorsal. Todo el cuerpo está cubierto de gránulos y la cabeza presenta numerosas manchas oscuras.

Crisálida

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La etapa de pupa dura de 12 a 20 días. Pupa bajo el suelo aproximadamente de 3 a 12 mm por debajo de la superficie.

Las pupas parecen ser de color marrón oscuro y tienen entre 17 y 12 mm de largo por 5–6 mm de ancho.[11]

Polilla

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El ciclo de una generación completa, desde el huevo hasta el adulto, dura entre 35 y 60 días. El período de preoviposición de la hembra dura entre 7 y 10 días. El número de generaciones varía según la ubicación y las condiciones climáticas. En Canadá, hay una o dos generaciones, mientras que en Estados Unidos, se ven de dos a cuatro al año y en España hasta tres generaciones.[12]​ Esta especie abunda en temperaturas más cálidas, como Arkansas, a finales de la primavera, entre mayo y junio, y principios del otoño, de septiembre a octubre, mientras que abunda más en temperaturas más frías (como Nueva York) durante el verano (junio y julio). En España se ven en vuelo en enero, luego de febrero a marzo y de junio a julio.[12]​ Un ciclo de vida dura entre 35 y 60 días.

Los adultos tienen una envergadura de 40 a 55 mm. Las alas anteriores son de color marrón oscuro, y la zona distal presenta una banda irregular clara con una marca discontinua negra. Las alas posteriores son de color blanquecino a grisáceo y presentan venas más oscuras que las alas anteriores.

Enemigos

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Enfrenta varios tipos de depredación y parasitismo, como por Hexamermis arvalis, Sisyropa eudryae o por la mosca taquínida parasítica Archytas cirphis.[4][3]​ También hay avispas parasitoides. Las larvas son adecuadas para el desarrollo de la avispa parasitoide Meteorus rubens.[13]​ Entre los depredadores se cuentan especies de hormigas y de escarabajos carábidos (Sisyropa eudryae).

Distribución

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Se han encontrado poblaciones de esta especie en el sur de Canadá, casi todos los estados de los Estados Unidos (incluyendo Hawái), México, América Central y del Sur, Australia, Nueva Zelanda, la costa del Pacífico, el norte de África, Europa y Asia.[1]​ Sin embargo, están ausentes en algunas regiones tropicales y áreas más frías y están más extendidas en el hemisferio norte que en el hemisferio sur.

También se sabe que esta especie de polilla migra al norte en primavera y al sur en otoño.

Fuentes alimentarias

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Orugas

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Las larvas se alimentan de malezas como el pasto azul, la acedera rizada, el cenizo, la rúcula amarilla y el amaranto rojo. A menudo consumen todas las malezas disponibles antes de pasar a atacar los cultivos. Entre sus cultivos predilectos se encuentran la mayoría de las hortalizas, la alfalfa, el trébol, el algodón, el arroz, el sorgo, la fresa, la remolacha azucarera, el tabaco y, ocasionalmente, cereales y gramíneas.[14]

Polillas

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Los adultos de la especie se alimentan del néctar de las flores. También les atraen árboles y arbustos caducifolios como el tilo, el ciruelo silvestre, el manzano silvestre y la lila. Suelen ser polinizadores de la lyonia fetterbush.[15]

Reproducción

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Comportamiento de llamada de la hembra

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El comportamiento de llamada consiste en la liberación de feromonas sexuales por parte de las hembras como preparación para el apareamiento.[12]​ Este comportamiento aumenta durante los tres primeros días tras la eclosión, pero disminuye a medida que las hembras envejecen. A medida que las hembras envejecen, el comportamiento de llamada se inicia antes, lo que permite a las hembras mayores tener mayor éxito en el apareamiento, ya que normalmente producen menos feromonas sexuales que las hembras más jóvenes. La cantidad de feromonas sexuales en el cuerpo y el comportamiento de llamada se coordinan en una escala de tiempo. [16]

Neuropéptido activador de la biosíntesis de feromonas

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Las polillas hembras producen una feromona sexual en la glándula feromonaria ubicada en la punta abdominal que atrae a los machos para el apareamiento. La biosíntesis de la feromona sexual está controlada por una neurohormona llamada neuropéptido activador de la biosíntesis de feromonas (PBAN). Este péptido de 33 aminoácidos está presente en ambos sexos en los ganglios subesofágicos cerebrales durante la escotofase y la fotofase. Se ha demostrado que la hormona juvenil participa en la liberación de PBAN tanto en machos como en hembras. El PBAN contribuye a la producción de feromonas en las hembras y a la respuesta a estas feromonas en los machos.[17]​ Se ha demostrado que la liberación de PBAN es estimulada por factores externos, como el fotoperiodo, la temperatura y los olores de las plantas hospedadoras.

Hormona juvenil

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La hormona juvenil (JH), liberada por los cuerpos alados (CA), es necesaria para la producción y liberación de la feromona sexual. Los CA liberan la hormona juvenil, que actúa sobre la producción/liberación del factor similar a PBAN. Por lo tanto, el neuropéptido es lo que conecta la red en los cuerpos aliados con la producción de feromona sexual del sistema nervioso central. Al eliminar los cuerpos alados, se detuvo el comportamiento de llamada y la producción de feromona sexual. Asimismo, los ovarios permanecieron subdesarrollados en ausencia de CA. Sin embargo, al inyectar una forma sintética de JH a hembras decapitadas (es decir, sin CA), los ovarios pudieron desarrollarse. Esto indica que la JH actúa sobre los ovarios y la producción de feromona sexual en dos sistemas neuroendocrinos independientes.

En los machos, la hormona juvenil es necesaria para la respuesta a las feromonas. Por ejemplo, en casos que al retirar el CA, los machos no responden a las feromonas sexuales femeninas con conducta sexual. Sin embargo, al reimplantar el CA, la respuesta y la conducta sexual se recuperaron.

Referencias

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  1. a b c Showers, W. B. (1997). «Migratory ecology of the black cutworm». Annual Review of Entomology 42: 393-425. ISSN 0066-4170. PMID 15012319. doi:10.1146/annurev.ento.42.1.393. Consultado el 11 de agosto de 2025. 
  2. McLeod, Robin. "Species Agrotis Ipsilon." BugGuide, 8 Dec. 2005, bugguide.net/node/view/38914.
  3. a b Hahn, Jeffrey, and Suzanne Wold-Burkness. “Cutworms in Home Gardens.” Cutworms in Home Gardens : Insects : University of Minnesota Extension, www.extension.umn.edu/garden/insects/find/cutworms-in-home-gardens/.
  4. a b c Capinera, John L. "Common Name: Black Cutworm." Entomology and Nematology, University of Florida, octubre de 2006, entnemdept.ifas.ufl.edu/creatures/veg/black_cutworm.htm.
  5. «Robinson, G. S., P. R. Ackery, I. J. Kitching, G. W. Beccaloni & L. M. Hernández, 2010. HOSTS - A Database of the World's Lepidopteran Hostplants. Natural History Museum, London.». 
  6. «PNW Moths | Agrotis ipsilon». pnwmoths.biol.wwu.edu. Consultado el 11 de agosto de 2025. 
  7. Gu, Shao-Hua; Sun, Liang; Yang, Ruo-Nan; Wu, Kong-Ming; Guo, Yu-Yuan; Li, Xian-Chun; Zhou, Jing-Jiang; Zhang, Yong-Jun (1 de agosto de 2014). «Molecular Characterization and Differential Expression of Olfactory Genes in the Antennae of the Black Cutworm Moth Agrotis ipsilon». PLoS ONE 9 (8): e103420. ISSN 1932-6203. doi:10.1371/journal.pone.0103420. Consultado el 12 de agosto de 2025. 
  8. Duportets, Line, et al. “The Pheromone Biosynthesis Activating Neuropeptide (PBAN) of the Black Cutworm Moth, Agrotis Ipsilon: Immunohistochemistry, Molecular Characterization and Bioassay of Its Peptide Sequence.” Insect Biochemistry and Molecular Biology, vol. 28, no. 8, 1998, pp. 591–599., doi:10.1016/s0965-1748(98)00033-2.
  9. El-Salamouny, Said; Lange, Martin; Jutzi, Manfred; Huber, Jürg; Jehle, Johannes A. (2003-10). «Comparative study on the susceptibility of cutworms (Lepidoptera: Noctuidae) to Agrotis segetum nucleopolyhedrovirus and Agrotis ipsilon nucleopolyhedrovirus». Journal of Invertebrate Pathology 84 (2): 75-82. ISSN 0022-2011. doi:10.1016/j.jip.2003.08.005. Consultado el 11 de agosto de 2025. 
  10. Busching, M. K.; Turpin, F. T. (1 de octubre de 1976). «Oviposition Preferences of Black Cutworm Moths Among Various Crop Plants, Weeds, and Plant Debris12». Journal of Economic Entomology 69 (5): 587-590. ISSN 1938-291X. doi:10.1093/jee/69.5.587. Consultado el 11 de agosto de 2025. 
  11. Common name: black cutworm, scientific name: Agrotis ipsilon (Hufnagel) (Insecta: Lepidoptera: Noctuidae). Capinera, J. L. 2012 (revised). Featured Creatures, Entomology & Nematology, FDACS/DPI, EDIS. Publication Number: EENY-395.
  12. a b c Cabello, T., & Salmerón, T. (1989). Estudios mediante trampas de feromonas sexuales y de luz de las fenologías de tres especies de noctuidos plagas (Lep.: Noctuidae) en el Sureste de España. Bol. San. Veg. Plagas, 15(3), 225-232. Accesado el 11 de agosto de 2025
  13. Caballero, P.; Vargas-Osuna, E.; Santiago-Alvarez, C. (1992-06). «Biologia deMeteorus rubens (Hym.: Braconidae), parasitoide primario deAgrotis ipsilon (Lep.: Noctuidae)». Entomophaga 37 (2): 301-309. ISSN 0013-8959. doi:10.1007/bf02372431. Consultado el 12 de agosto de 2025. 
  14. Capinera, John (junio de 2022). «EENY-395/IN703: Black Cutworm, Agrotis ipsilon (Hufnagel) (Insecta: Lepidoptera: Noctuidae)». Ask IFAS - Powered by EDIS (en inglés). Consultado el 11 de agosto de 2025. 
  15. Benning, John (octubre de 2015). «Odd for an Ericad: Nocturnal Pollination of Lyonia lucida (Ericaceae)». American Midland Naturalist 2 (174): 204-217. doi:10.1674/0003-0031-174.2.204. 
  16. Xiang, Yu-yong; Yang, Mao-fa; Li, Zi-zhong (24 de octubre de 2009). «Calling Behavior and Rhythms of Sex Pheromone Production in the Black Cutworm Moth in China». Journal of Insect Behavior 23 (1): 35-44. ISSN 0892-7553. doi:10.1007/s10905-009-9193-0. Consultado el 12 de agosto de 2025. 
  17. Duportets, Line; Gadenne, Christophe; Dufour, Marie-Cécile; Couillaud, Franck (1998-08). «The pheromone biosynthesis activating neuropeptide (PBAN) of the black cutworm moth, Agrotis ipsilon: immunohistochemistry, molecular characterization and bioassay of its peptide sequence». Insect Biochemistry and Molecular Biology 28 (8): 591-599. ISSN 0965-1748. doi:10.1016/s0965-1748(98)00033-2. Consultado el 12 de agosto de 2025. 

Enlaces externos

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  • Dark Sword-grass up UKmoths
  • Funet Taxonomy
  • Herbison-Evans, Don; Crossley, Stella (2006) Agrotis ipsilon
  • Lepiforum.de
  • Bugguide.net. Species Agrotis ipsilon - Ipsilon Dart - Hodges#10663
  •   Datos: Q1093329
  •   Multimedia: Agrotis ipsilon / Q1093329

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